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UNIVERSIDAD AUTÓNOMA DE NUEVO LEÓNFACULTAD DE INGENIERÍA CIVILEVALUACIÓN DE LA PRODUCCIÓN DE BIOH2 EN UNBIORREACTOR PREVIO TRATAMIENTO PORSONOQUÍMICA Y CONTROL DE LA ACTIVIDADMICROBIOLÓGICAPORROBERTO CARLOS CAMPOS FLORESComo requisito parcial para obtener el grado deMAESTRÍA EN CIENCIAS CON ORIENTACIÓN ENINGENIERÍA AMBIENTALSEPTIEMBRE DE 2022

EVALUACIÓN DE LA PRODUCCIÓN DE BIOH2 EN UN BIORREACTORPREVIO TRATAMIENTO POR SONOQUÍMICA Y CONTROL DE LAACTIVIDAD MICROBIOLÓGICAAprobación de la tesisDr. Arquímedes Cruz LópezDr. Santiago Iván Suárez VázquezDra. Lirio María del Tepeyac Reyna GómezDR. GERARDO FAJARDO SAN MIGUELSUBDIRECTOR DE ESTUDIOS DE POSGRADO E INVESTIGACIÓN

RESUMENDebido a los múltiples problemas medioambientales que generan los combustibles fósiles,en los últimos años se han buscado nuevas fuentes de energía renovables y amigables con elmedio ambiente. Es por ello que en el presente trabajo se evaluó la producción de bioH2como vector energético a través del proceso de fermentación oscura mediante la codigestiónde dos diferentes tipos de aguas residuales de la industria alimenticia: nejayote, que es elagua residual proveniente del proceso de nixtamalizado del maíz y agua residual de rastro,utilizando como inóculo lodo granular de una planta tratadora de agua residual de la industriacervecera ubicada en la zona metropolitana de Monterrey.El presente trabajo consistió en tres etapas experimentales; en la primera etapa se evaluó elpotencial del nejayote y agua residual de rastro para producir bioH2 en una serie demicrorreactores tipo batch. En esta etapa experimental se evaluaron las relaciones C/N 20 y30, así como dos métodos de pretratamiento del inóculo (choque térmico y radiación UV).Los microrreactores fueron montados utilizando botellas serológicas de 124 mL con unvolumen de trabajo de 90 mL, una temperatura controlada de 28 C 2, una velocidad deagitación de 90 RPM y un pH inicial de 5.50 0.05. La segunda etapa experimental consistióen replicar las condiciones en cuanto a relación C/N del medio de los microrreactores conmejor producción de bioH2 y escalarlo a un sistema batch de 3 L. En esta etapa experimentalse montaron un total de 3 biorreactores batch con un volumen de trabajo de 3 L (RBL1, RBL2y RBL3), el objetivo principal de esta etapa fue discernir el impacto que tiene el medio RCMen la producción de bioH2, así como el método de pretratamiento del inóculo en un sistemade 3 L. Por último, en la tercera y última etapa experimental se montaron 2 biorreactorescontinuos (RC1 y RC2) con el objetivo de lograr la constante producción de bioH2, estosbiorreactores se operaron a un TRH de 6 horas, teniendo como objetivo evaluar el efecto delmodo de operación y la agitación del medio en la producción de bioH2.La caracterización fisicoquímica tanto de los sustratos individuales como de las alícuotastomadas a lo largo de la fermentación en las tres etapas experimentales consistió en ladeterminación de pH, carbohidratos totales, demanda química de oxígeno, nitrógeno total,sólidos totales, sólidos totales volátiles y azúcares reductores, además del análisis porVI

cromatografía de gases para cuantificar la cantidad de bioH2 producido y ácidos grasosvolátiles.Los resultados obtenidos en la primera etapa experimental mostraron que la relación C/N 30aunado con el pretratamiento por CT al inóculo resultan favorecedores para la producción debioH2, pues cuando estas condiciones fueron empleadas, se obtuvo la mejor producción debioH2 a nivel microrreactor con 7 mL de bioH2 acumulado y un rendimiento de 3.56mLH2/gSTV. En cuanto a la remoción de materia orgánica, en los microrreactores operadosbajo estas condiciones mostraron una remoción de carbohidratos totales de 35% al final dela reacción (48 h) y una remoción de 60% de DQO. A partir de los resultados anterioresobtenidos en el proceso de fermentación oscura en los grupos de microrreactores, se realizóel ajuste de los datos experimentales con el modelo de Gompertz modificado, el cual indicóque la máxima acumulación de bioH2 (Hmax) 8.83 mL H2, con una velocidad máxima dereacción de 13.61 mLH2/L h, un tiempo de adaptación de 11.88 h y una r2 de 0.942 para larelación C/N 30 con CT. En la segunda etapa experimental se observó que el medio RCMsolo tiene un impacto positivo en la producción de bioH2 en las primeras 24 horas de lafermentación oscura, ya que el biorreactor que mejor acumulación de bioH2 obtuvo fue elRBL2 con un total de 450 mL de bioH2 a las 72 h de reacción, este biorreactor no fuesuministrado con RCM. Por último, en la tercera etapa experimental se vio un impactopositivo al duplicar la agitación del medio (de 40 a 80 RPM), pues cuando estascaracterísticas se pusieron a prueba en el RC2, el volumen de bioH 2 acumulado fueaproximadamente 500 mL mayor, con un acumulado total de 2,314 mL después de 18 ciclos.Así mismo, se observó una mejora tanto de producción de bioH2 como de consumo demateria orgánica cuando el sistema se operó de manera continua, en contraste con el modode operación batch.El análisis de los microbiomas de los diferentes biorreactores a diferentes tiempos mostróuna gran predominancia de microorganismos del género Clostridium, con una presencia queosciló del 21 al 87%, siendo Clostridium butyricum la especie atribuida a la mejor producciónde bioH2 en todos los casos. Sin embargo, también se detectó la presencia de otras especiesde Clostridium productoras de bioH2 como C. beijerinckii y C. oryzae encontrando unacorrelación en la eficiente producción del gas deseado cuando estas tres especies deVII

Clostridium presentaron un mayor porcentaje en el sistema. Lo anterior, también se vioreflejado en la generación de subproductos, pues en todos los casos el ácido acético fue elAGV predominante, indicando una fermentación tipo acetato en el sistema, fermentaciónampliamente reportada por ser la más eficiente para la producción de bioH2. Aunado a loanterior, en los sistemas continuos se obtuvieron concentraciones ligeramente más altas deácido propiónico en contraste con los sistemas batch ( 6 vs 3 mmol), lo que repercutió enel porcentaje de bioH2 en biogás obtenido en el RC1 y RC2, sin embargo, al ser operados demanera continua, fue posible una mayor acumulación de biogás y, por consiguiente, unamayor acumulación de bioH2 en estos sistemas. El ácido butírico fue detectado en bajasconcentraciones en ambos modos de operación, alcanzando un máximo de tan solo 1 mmolen los sistemas batch y 0.5 mmol en los continuos. Por último, se detectó ácido fórmico enambos modos de operación (6-13 mmol), encontrando una correlación con bacteriasanaerobias facultativas como aquellas del orden Lactobacillales, ya que cuando laconcentración de dicho subproducto se incrementó, se detectó un mayor porcentaje de estosmicroorganismos en los sistemas.VIII

DEDICATORIAA mi familia, quienes lo son todo en mi vida. Especialmente a mis padres,Carlos Campos y Lorena Flores, por siempre brindarme su apoyoincondicional. Todo es por y para ustedes, muchas gracias por siempre estarpara mí.IX

AGRADECIMIENTOSAl Consejo Nacional de Ciencia y Tecnología (CONACYT) por el apoyo económicootorgado durante todo el periodo de la maestría (No. CVU: 1080269).A los proyectos 249908 CONACYT-SENER-Sustentabilidad Energética y 485-IT2022PAICYT UANL por la infraestructura y el financiamiento otorgado para el desarrollo deltrabajo.Al Dr. Arquímedes Cruz López, por aceptar dirigir mi proyecto de tesis. Muchas gracias porcompartir sus conocimientos conmigo, por su paciencia y por contribuir en mi desarrolloprofesional.A la Facultad de Ingeniería Civil de la Universidad Autónoma de Nuevo León por permitirel uso de las instalaciones del departamento de Ingeniería Ambiental a lo largo del proyecto.A la Dra. Lirio Reyna Gómez, por su asesoría durante todo el proyecto, agradezcoenormemente todos sus consejos y por compartir su conocimientos para sacar adelante elproyecto.Al Dr. Santiago Suarez Vázquez, por codirigir el presente trabajo y por brindarme su apoyoen la elaboración del proyecto.A mis amigos y compañeros de la maestría, quienes hicieron muy amena mi estancia en elposgrado: M.C. Alejandra Mina, M.C. Reynaldo Reyes, ING. Javier Ramírez, M.I. ReginaMartínez, M.C Edwin Fariz. Muchas gracias por su amistad y por brindarme su ayuda en ellaboratorio.A mi familia, quienes me apoyaron en todo momento. Agradezco infinitamente su apoyo enesta y en todas las etapas de mi vida tanto personal como académica, nada de esto seríaposible sin su gran apoyo.A mi novia Bárbara Escamilla. Agradezco enormemente su apoyo, por aguantarme en lasmalas y en las peores, por su enorme paciencia, por ayudarme a estudiar en todas misexposiciones y por acompañarme en mi camino.X

ÍNDICECAPÍTULO 1Introducción . 21.1.Justificación . 61.2.Hipótesis . 81.3.Objetivos . 81.3.1.Objetivo general . 81.3.2.Objetivos específicos . 8CAPÍTULO 2Antecedentes y marco teórico . 102.1.Energía: Situación actual y perspectivas . 102.2.Energía a partir de biomasa . 122.3.Hidrógeno como fuente de energía . 142.3.1.Métodos de producción de hidrógeno . 162.4.Producción de hidrógeno vía fermentación oscura . 182.5.Retos en la producción de hidrógeno vía fermentación oscura . 192.6.Factores de importancia en la producción de hidrógeno vía fermentación oscura . 202.7. Microorganismos involucrados en la producción de hidrógeno vía fermentaciónoscura 252.7.1.Factores que favorecen el crecimiento de bacterias productoras de hidrógeno . 282.7.2.Mecanismos moleculares involucrados en la producción de hidrógeno . 292.8.Agua residual como sustrato en la producción de hidrógeno . 312.9.Codigestiones reportadas en la producción de bioH2 . 32CAPÍTULO 3Materiales y métodos . 353.1.Diagrama experimental . 353.2.Sustratos . 363.3.Preparación y caracterización de la codigestión . 363.4.Inóculo . 373.5.Operación de biorreactores para la codigestión NEJ-ARR . 373.5.1.Microrreactores batch . 383.5.1.1.3.5.2.Análisis cinético de la producción de bioH2 . 39Biorreactores batch de 3 L . 40XI

3.5.3.Biorreactores continuos de 3L . 413.5.4. Métodos analíticos para la caracterización de los sustratos y la evaluación delproceso de fermentación oscura . 433.6.Análisis de BioH2 y AGVs . 493.6.1.Condiciones para el análisis de gases . 493.6.2.Condiciones para el análisis de AGVs . 503.7.Extracción de ADN e identificación de microorganismos . 50CAPÍTULO 4Resultados y discusión . 534.1.Caracterización fisicoquímica de los sustratos . 534.2. Efecto del tratamiento de sonoquímica en la concentración de azúcares reductores dela codigestión . 544.3.Operación de los microrreactores batch . 554.3.1.Efecto del pretratamiento del inóculo en la producción de bioH2 . 554.3.2.Rendimiento de bioH2 en los microrreactores . 684.3.3.Análisis cinético de la producción de bioH2 vía FO. 694.4.Operación de biorreactores batch de 3 L. . 704.4.1.Producción de biogás y bioH2 . 714.4.2.Monitoreo de parámetros fisicoquímicos y consumo de sustratos . 754.4.3.Producción de ácidos grasos volátiles (AGVs) . 784.4.4.Análisis de la diversidad microbiana de los biorreactores batch de 3L . 814.5.Operación de biorreactores continuos de 3 L. . 894.5.1.Producción de biogás y bioH2 . 894.5.2.Monitoreo de parámetros fisicoquímicos y consumo de sustratos . 944.5.3.Producción de ácidos grasos volátiles (AGVs) . 984.5.4.Análisis de la diversidad microbiana de los biorreactores continuos de 3 L . 100CAPÍTULO 5Conclusiones . 1095.1.Recomendaciones . 1115.2.Productos obtenidos . 1125.3.Referencias bibliográficas. 113XII